5.参考值（目的细胞参考范围）
本试剂盒可保证目的细胞的提取率大于80 % ，不是纯度。如需获得高纯度目的细胞，请配合免疫磁珠分选。本试剂盒可减少磁珠的使用量，减少成本。
【检验方法】
全过程样本、试剂及实验环境均需在20±2℃（试剂需要复温。夏季20℃，冬季25℃。）的条件下进行。
【脏器组织单细胞悬液的制备】
1.取组织块称重后，用眼科剪刀无菌操作，将脏器组织剪成小块。
2.将组织块放在70µm细胞筛网上，用研磨器反复揉搓，边揉搓边加入匀浆冲洗液 (以0.1g组织为例，约加5 - 8ml)，使细胞全部通过筛网冲到离心管中。
注：需要让细胞形成单个的细胞悬液冲到离心管中，而不是被研磨挤压到离心管中。目的：使脏器组织形成单个的细胞，而不是成团或碎片组织。单个的细胞更易分离。
3.弃去筛网，组织研磨液经300 - 400g，离心10min，弃去上清。
4.用组织样本稀释液重悬组织细胞，将细胞悬液细胞浓度调整为2×10⁸--1×10⁹ / ml(以0.1g脏器组织为例，约使用0.5 - 1ml组织样本稀释液重悬细胞)，备用。
注：A. 多个动物脏器组织需要分离时，应逐个单独进行，不可同时混合进行研磨。
B.若发现匀浆冲洗液冲洗的细胞粘度较大，可进行以下处理：
①配置新冲洗液：4份的匀浆冲洗液加1份的胰蛋白酶 / EDTA消化液（产品编号：TE2004Y 需另购）进行稀释，配置为新冲洗液。
②离心管预处理：再研磨开始之前，在离心管中加入 0.5 - 1ml   胎牛血清，进行保护和终止胰蛋白酶 / EDTA消化液。
③再进行2,3,4实验步骤即可。
各种规格离心管的使用方法
（推荐最佳方法）取一支无菌离心管，加入分离液，后缓慢加入（“XX”动物）脏器组织单细胞悬液。细胞悬液小心加于分离液液界面之上。（分离液的量不得少于3ml，细胞悬液在0.2 - 2ml之间）注：细胞悬液量较多时，需小量分离。细胞悬液量较多，会稀释分离液，影响分离效果。
1.使用10ml无菌硅化离心管：

A.10ml无菌硅化离心管最佳比例：4ml分离液 + 0.5 - 2.0ml细胞悬液；

B.最佳离心条件：20℃环境下，400g离心30min。
注：离心后，稀释液层由上至下，下1 / 3处稀释液可能包含部分PBMC及少量分离液成分；

2.使用15ml离心管（或15ml高效离心管）：

A.15ml普通离心管最佳比例：5ml分离液 + 5ml细胞悬液；

B.15ml高效离心管最佳比例：4ml分离液 + 5ml细胞悬液；

C.最佳离心条件：20℃环境下，600g离心25min。
注：离心后，稀释液层由上至下，下1 / 3处稀释液可能包含部分PBMC及少量分离液成分；

实验后续方案

1.离心后，离心管中由上至下分为四层。第一层为稀释液层。第二层为环状乳白色（“XX”动物）淋巴细胞层（含有少量红细胞）。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。
2.①小心吸取稀释液层转移到新离心管A中。
②小心吸取离心管中的环状乳白色（“XX”动物）淋巴细胞层转移到新离心管B中。
3.向含有（“XX”动物）淋巴细胞的离心管B中，加入5 - 10ml洗涤液（产品编号：TBDTM-W）（0.1g脏器组织约加5ml洗涤液），混匀细胞。
4.400g，离心10min。弃去上清。
5.用吸管吸取5ml清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。
6.250g，离心10min，弃去上清。
重复清洗两次，弃去上清，用 0.5ml 清洗液（产品编号：2010X1118）或根据下一步实验要求加入相对应液体，重悬所得细胞。
分离图例